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미토콘드리아 유전자 교정의 발전과 연구동향

최영준, 김민준, 이성현* | 성균관대학교 메타바이오헬스학과/의과대학 정밀의학교실, 조교수, shlee9@skku.edu



서 론


미토콘드리아는 세포 에너지 합성, 산화 환원 균형, 칼슘 항상성 유지, 세포 신호 전달 등 세포 내 중요한 기능 을 담당하는 세포소기관이다.[참고문헌 1] 미토콘드리아의 독특한 특징 중 하나는 핵(Nucleus) 내의 DNA와는 별개로 16,569 개의 염기쌍으로 이뤄진 원형의 미토콘드리아 DNA를 갖고 있다는 것이다[그림 1A]. 이러한 미토콘드리아 DNA는 37개의 유전자를 암호화하며, 주로 산화적 인산화 반응에 관여하는 13개의 단백질과 단백질 합성을 위한 22개의 운반 RNA와 2개의 리보솜 RNA를 발현한다[그림 1B].[참고문헌 2] 평균적으로 사람의 세포는 약 100개에서 10,000개 가량의 미토콘드리아 DNA를 가지고 있는데, 동일한 유전형을 갖는 호모플라스미(Homoplasmy) 또는 여러 유전형을 동시에 갖는 헤테로플라스미(Heteroplasmy) 형태로 존재하며 모계 유전되는 특성이 있다.[참고문헌 3] 핵 내의 DNA와 달리 미토콘드리아 DNA는 활성산소를 포함한 여러 돌연변이 원에 노출되기 쉽고, 제한적인 DNA 수리 기작을 갖고 있기 때문에 상대적으로 높은 돌연변이율을 보인다.[참고문헌 4]

미토콘드리아 DNA에 암호화된 37개의 유전자에 대한 돌연변이는 미토콘드리아의 산화적 인산화를 포함한 다양한 기능에 영향을 미쳐 질병을 야기할 수 있다. 미토콘드리아 질환은 주로 신경계, 심장, 근육 등 관련 조직에 근육병, 심근병, 뇌병증, 시력 상실, 청력 상실 및 신경학적 결함 등의 증상을 나타낸다.[참고문헌 5] 돌연변이 미토콘드리아 DNA의 비율이 특정 임계값을 초과할 경우 임상 증상이 나타날 수 있고, 이 임계값은 일반적으로 70~95% 범위 내에 있다[그림 1C].[참고문헌 6 약 5000명 중 1명은 알려진 병원성 미토콘드리아 DNA 돌연변이를 가지고 있으며, 이러한 돌연변이에는 점돌연변이뿐만 아니라 다양한 유전자 삽입 및 결실 돌연변이도 포함된다.[참고문헌 7] 현재까지 알려진 병원성 미토콘드리아 DNA 돌연변이는 약 100여개이며, 그 중 90%가 점돌연변이이다. 이러한 돌연변이로 인해 발생 하는 미토콘드리아 관련 질병은 레버씨 시신경 위축증 (LHON), 리 증후군(Leigh syndrome), 멜라스 증후군 (MELAS syndrome), 메르프 증후군(MERRF) 등의 희 귀 난치성 유전질환 뿐만 아니라, 퇴행성 뇌질환, 노화, 암, 대사질환 등 생명 현상에 직접적인 영향을 끼치는 사 례가 보고되고 있다. 하지만 현재까지 미토콘드리아 질환 에 대한 근본적인 치료 방법인 유전자 치료제는 개발되지 못하고 있는 실정이다.[참고문헌 8]

최근 겸상 적혈구 빈혈증 환자에게 크리스퍼 유전자 가위 기술을 적용한 세계 최초의 유전자 가위 치료제가 FDA 승인을 받으면서 표적 맞춤형 유전자 가위 기술을 통한 치료제 시대가 열렸다.[참고문헌 9] 크리스퍼 유전자 가위와 가 이드 RNA를 이용한 핵산분해효소(Nuclease), 염기 교정(Base editor), 프라임 교정(Prime editor)은 핵 DNA의 표적 유전자 교정을 가능하게 하였다. 그러나 미토콘드리아 내로 가이드 RNA를 전달하는 데 어려움이 있어, 해당 기술을 이용한 미토콘드리아 DNA 편집에는 한계가 있다.[참고문헌 10] 따라서 미토콘드리아 DNA 교정은 지난 수십 년간 세포 및 단백질을 기반으로 하는 기술로 개발되고 있었으며, 2020년에 들어서야 최초로 신규(de novo) 염기 교정이 가능하게 되었다.

본 총설에서는 미토콘드리아 유전자 교정 기술의 발전과 연구 동향에 대해 살펴보고자 한다. 특히, 미토콘드리 아 DNA 돌연변이를 연구하기 위한 세포 모델과 미토콘드리아 DNA의 헤테로플라스미를 조절하는 기술을 살펴보고, 미토콘드리아 DNA 표적 유전자 교정 기술의 발전과 최신 연구 동향을 소개하고자 한다. 나아가 표적 유전자 교정 기술이 적용된 미토콘드리아 질환 모델을 소개하고, 미토콘드리아 유전자 교정 기술 연구의 필요성과 이를 통한 미토콘드리아 질환 유전자 치료제 개발 가능성에 대해 논하고자 한다.

 

본 론


1.    미토콘드리아 DNA 헤테로플라스미 조절

 1.1.      사이브리드(Cybrid) 세포

미토콘드리아 유전 질환과 관련된 돌연변이를 연구하기 위한 초기 방법 중 하나는 사이브리드 세포를 사용하는 것 이었다. 1974년 처음 제시된 사이브리드 세포는 미토콘드리아를 제공할 세포의 핵을 제거하여 미토콘드리아가 존재하는 세포질체만 남긴 이후, 이 세포질체를 미토콘드리아 DNA가 제거된 세포(ρ0 cell)와 융합하여 제작된다[그 림 2A].[참고문헌 11] 사이브리드 세포는 미토콘드리아 유전형과 질병의 상관관계를 밝히는 데 유용하게 사용되었다. 예를 들어, 사이브리드 세포를 통해 레버씨 시신경 위축증이 미토콘드리아 돌연변이에 의해 발생함을 밝히기도 했다.[참고문헌 12]

사이브리드 세포는 미토콘드리아 유전 질환과 관련한 동물 모델을 만드는 데도 사용되었다. 특정 미토콘드리아 돌연변이를 가진 체세포의 세포질체와 ρ0 세포를 융합하여 사이브리드 세포를 만든 후, 이를 수정란에 도입하여 돌연변이 미토콘드리아 유전형을 가진 쥐를 만드는 데 성공하였다.[참고문헌 13] 또한 사이브리드 배아 줄기 세포를 만들어 배아에 도입하는 방법으로 특정 미토콘드리아 유전형을 가진 쥐를 만들 수 있었다.[참고문헌 14] 그러나 사이브리드 방법은 이 미 존재하는 미토콘드리아 유전형에 대해서만 연구할 수 있으며, 미토콘드리아 유전 질환을 실제로 치료하는 데 적용하기는 어렵다는 단점이 있었다.

 

1.2.      제한효소

미토콘드리아 유전 질환을 정밀하게 치료하기 위해 가장 먼저 제안된 방법은 제한효소를 이용하여 병원성 돌연 변이를 가진 미토콘드리아 DNA만을 선택적으로 제거하는 것이었다[그림 2B]. 제한효소는 특정 서열을 인식하여 DNA에 이중가닥 절단을 일으킬 수 있다. 따라서, 병원성 돌연변이의 염기 서열만을 인식하는 제한효소를 미토콘드리아로 전달하면 정상 미토콘드리아 DNA의 비율을 증가시킬 수 있다. 2001년 연구자들은 미토콘드리아 표적 서열(Mitochondria Targeting Sequence)을 제한효소에 연결하여 미토콘드리아 내부로제한효소를 성공적으로 전달할 수 있었다.[참고문헌 15] 예를 들어, 제한효소 SmaⅠ을 미토콘드리아 표적 서열과 연결한 실험에서는 리 증후군 돌연변이를 지닌 사이브리드 세포의 미토콘드리아 돌연변이 DNA 를 표적하여 헤테로플라스미를 조절하는 데 성공했다.[참고문헌 16] 하지만 제한효소는 짧은 인식 서열(주로 4-8 bp)을 갖기 때문에 원하는 위치를 정확히 표적하는 데 어려움이 있으며, 서열 특이성이 부족하여 미토콘드리아의 다른 제한효소 인식부위를 절단할 수도 있다는 데 한계점을 보였다.

 

1.3.      징크핑거 핵산분해효소

이러한 미토콘드리아 표적 제한효소의 DNA 인식 특이성을 개선하기 위해 연구자들은 1세대 유전자 가위인 징크핑거 핵산분해효소(Zinc finger nuclease)를 미토콘드리아 DNA 절단에 사용하고자 하였다. 징크핑거 핵산 분해효소는 DNA 서열 특이적으로 결합하는 도메인인 징크핑거와 핵산분해효소 도메인으로 구성되어 있다[그림 2C]. 이 중 DNA 결합 도메인인 징크 핑거는 각 단량체가 3 bp의 특이적인 염기서열을 인식할 수 있으며, 이를 연결한 다량체를 제작하여 보다 긴 서열에 특이적으로 결합이 가능하도록 설계할 수 있다. 또한 핵산분해효소 도메인은 무작위적인 핵산 절단을 방지하고자 이합체 형태로 결합되어야 DNA 이중 가닥을 절단하는 FokⅠ을 사용하게 되며,[참고문헌 17] 이량체 쌍 또는 단일 사슬 형태의 준이합체 (Quasi-dimer)로 구성된다[그림 2D].

미토콘드리아 표적 서열을 연결한 미토콘드리아 징크핑거 핵산분해효소는 표적 세포 내에서 병원성 미토콘드리 아 DNA를 효과적으로 절단하여 정상 유전자형으로 헤테 로플라스미를 유도할 수 있었다. 일례로 2000년 대 후반 Minczuk 그룹에서 제안한 징크핑거 핵산분해효소는 NARP 증후군과 관련된 (m.8993T＞G) 미토콘드리아 돌연변이를 선택적으로 제거할 수 있었으며,[참고문헌 18] 동일한 서열 에 대하여 FokⅠ 핵산분해효소 도메인을 동종이량체(Ho- modimer)가 아닌 이종이량체(Heterodimer)로 바꾸어 비특이적인 절단을 줄인 징크핑거 핵산분해효소 또한 효과적으로 미토콘드리아 헤테로플라스미를 줄일 수 있었다.[참고문헌 19] 또한 생체 내(in vivo)실험에서도 효과를 나타내었는데, m.5024T＞C 돌연변이를 가진 쥐에 미토콘드리아 표적 징크핑거 핵산분해효소를 전달했을 때 병원성 미토콘드리아 DNA의 비율을 줄일 수 있었다.[참고문헌 20]


1.4.      TALEN (Transcription activator-like effectors nuclease)

더 나아가 많은 연구자들은 2세대 유전자 가위인 TALEN을 미토콘드리아 헤테로플라스미 조절에 사용하고자 하였다. TALEN은 DNA 서열 특이적으로 결합하는 도메인과 FokⅠ 핵산분해효소 도메인으로 구성된다[그림 2E]. DNA 결합 도메인인 TALE(Transcription acti- vator-like effectors) 단백질은 식물 병원균인 잔토모 나스 속(Xanthomonas sp.)에서 발견되었으며, 징크핑거 단백질과 달리 하나의 TALE 도메인이 한 개의 염기서열만을 인식한다. TALE 도메인은 12번째와 13번째 아미노산을 통해 인식하는 염기서열이 달라지며,[참고문헌 17] 징크핑거 핵산 분해효소와 마찬가지로 여러 개의 TALE 단백질을 연결하여 원하는 염기서열에 결합하도록 설계할 수 있기 때문에 보다 자유로운 표적 DNA 인식 서열을 제작하기에 용이하다. 징크 핑거 핵산분해효소와 마찬가지로 FokⅠ 핵산분해효소를 연결, FokI의 이량체 결합을 통해 표적 서열 부위를 절단하게 된다.

미토콘드리아 표적 서열을 연결한 미토콘드리아 표적 TALEN은 징크핑거 효소와 마찬가지로 미토콘드리아 헤테로플라스미를 효과적으로 조절할 수 있었다. 2003년 Moraes그룹은 미토콘드리아 표적 TALEN이 m.14459G＞ A 돌연변이를 가지거나 m.8483_13459del4977을 가지는 미토콘드리아를 선택적으로 제거할 수 있음을 보여주었으며,[참고문헌 21] FokⅠ 대신 유사한 I-TevI 핵산분해효소를 연결한 단백질 또한 개발되어 m.8344A＞G 돌연변이를 포함하는 사이브리드 세포에서 미토콘드리아 헤테로플 라스미 조절이 가능하였다[그림 2F].[참고문헌 22] 미토콘드리아 표적 TALEN은 in vivo 실험에서도 효과를 나타냈는데, m.5024T＞C 돌연변이를 가진 쥐의 미토콘드리아 내부에 TALEN 단백질을 전달한 결과 병원성 미토콘드리아 DNA의 복제 수(Copy number)를 줄일 수 있었다.[참고문헌 23]


 

2.    미토콘드리아 DNA 염기 교정 기술

 

2.1.      DddA 유래 시토신 염기 교정 단백질 (DdCBE)

지난 수십 년간 미토콘드리아 DNA를 표적으로 하는 핵산분해효소 단백질을 통해 돌연변이 미토콘드리아 DNA

의 비율을 조절하여 병원성 유전자 돌연변이의 효과적인 제거가 가능하였다[그림 2G]. 하지만 이를 진정한 의미에서의 유전자 교정이라고 일컫기는 어려웠는데, 미토콘드리아 DNA 돌연변이를 표적하여 새롭게(de novo) 편집 위치를 설계할 수 없었기 때문이다. 또한 DNA 복제 수에 의존적인 방법으로, 세포 내에서 모든 DNA가 병원성 돌연변이를 갖는 호모플라스미 세포 및 환자에는 적용할 수 없는 한계 역시 보이고 있었다.

그러던 중 2020년 하버드의 David Liu 교수 연구진으 로부터 최초의 미토콘드리아 염기 교정 단백질 기술이 개발되었다.[참고문헌 24] 해당 기술은 그람 음성균인 버크홀데리아 세 노세파시아(Burkholderia cenocepacia) 유래의 시토신 탈아미노화효소(Cytosine deaminase)인 DddA를 이용한 것으로, 기존 크리스퍼 기반의 탈아미노화효소와 달리 단일 가닥 DNA가 아닌 이중 가닥 DNA에 직접 작용할 수 있는 효소를 사용하였다. 이중 가닥을 기질로 하는 DddA 시토신 탈아미노화효소의 무작위 활성이 세포 독성을 유 발할 수 있기 때문에, DddA 유래 시토신 염기 교정 단백 질(DdCBE, DddA-derived Cytosine Base Editor)은 DddA를 두 개의 절편으로 나누어 표적 외 위치에서의 결합을 막도록 고안되었다. 각 절편은 미토콘드리아 표적 서열, TALE 단백질, 그리고 우라실 DNA 당화효소 억제제 (Uracil DNA Glycosylase Inhibitor, UGI)와 연결하여 한 쌍의 이량체 형태로 염기를 교정하게 된다. 한 쌍으로 작동하는 표적 DNA에 결합한 TALE 단백질 사이의 스페이서 영역(Spacer)에서 탈아미노화 반응을 일으켜 시토신을 우라실로 변화시키며[그림 3A], 우라실 DNA 당화 효소 억제제는 미토콘드리아의 우라실 염기 절단 수리 기작을 저해하는 역할을 한다.[참고문헌 25] 이를 통해 DddA 유래 시토신 염기 교정 단백질은 양쪽 DNA 가닥의 티민 뒤에 위치한 시토신(5’-TC-3’)에서 높은 편집 효율을 보인다. 이처럼 DddA 유래 시토신 염기 교정 단백질이 개발되며 미토콘드리아 DNA의 시토신(반대 가닥의 구아닌)을 티민 (아데닌)으로 편집할 수 있게 되어, 미토콘드리아 유전자 교정은 완전히 새로운 국면을 맞게 되었다.

 

2.2     TALE 결합 아데닌 염기 교정 단백질 (TALED)

미토콘드리아 유전자 교정이 개발됨에 따라 시토신 염기 교정과는 반대로 아데닌(티민)을 구아닌(시토신)으로 교정하는 기술의 필요성이 대두되었다. 이에 따라 2022 년 국내 연구진은 크리스퍼 핵 DNA의 아데닌을 구아닌 으로 편집하는 데 이용되었던 TadA8e[참고문헌 26] 단백질을 이용한 TALE 결합 아데닌 염기 교정 단백질(TALED, TALE- linked Deaminase) 기술을 최초로 발표하였다[그림 3B].[참고문헌 27] 해당 단백질은 DddA 유래 시토신 염기 교정 단백질과 마찬가지로 한 쌍의 DddA 절편을 이용하지만, 우라실 DNA 당화효소억제제를 포함하지 않으며 한쪽 절편 뒤에 TadA8e 단백질을 결합하였다. 따라서 두 개의 TALE 단백질이 결합하는 DNA 사이의 스페이서 영역에서 아데닌 탈아미노화 반응을 일으켜 양쪽 DNA 가닥의 아데닌 을 구아닌으로 편집한다[그림 3B]. 이와 같이 시토신 염기 교정 뿐만 아니라 아데닌 염기 교정의 개발로 인해 미토콘드리아 염기 교정은 핵 내의 DNA와 같이 염기의 탈 아미노화 반응을 통한 두 종류의 전이(Transition) 교정방법이 모두 제시될 수 있었다[그림 3C].

 

2.3.      미토콘드리아 DNA 표적 유전자 교정 기술의 개선 및 연구동향

최초의 미토콘드리아 염기 교정이 세포소기관 유전자 교정 분야의 혁신을 가져온 한편, 예상하지 못하였던 다양한 단점 역시 차례로 밝혀지게 되었다. 일례로 기존 DddA 유래 시토신 염기 교정 단백질은 스페이서 영역에서 티민 뒤에 위치한 시토신(5’-TC-3’)에 대해 높은 편집 효율을 보였으나, 다른 염기 뒤에 위치한 시토신(5’- AC, CC or GC-3’)에 대해서는 낮은 편집 효율을 보였다. 이를 극복하기 위해 기존의 편집 효율을 높인 DddA6 변이 단백질과 아데닌과 시토신 뒤에 위치한 시토신에 대한 편집 효율을 높인 DddA11 변이 단백질이 개발되기도 하였다.[참고문헌 28] 또한, DddA 단백질의 동종체(Homolog)와 동원 체(Ortholog)를 이용하여 편집 서열의 호환성과 편집 효율을 증가시킨 기술이 개발되었으며,[참고문헌 29,30] 미토콘드리아로의 유전자 가위 단백질의 전달을 용이하게 하기 위해 DddA 유래 시토신 염기 교정 단백질에 핵외 수송 신호 (Nuclear Export Signal)를 결합한 기술이 개발되었다.[참고문헌 31] 또한 TALE 기반의 미토콘드리아 염기 교정 단백질은 약 2.5-3 kb 정도의 비교적 큰 크기로 인해 아데노부 속 바이러스(AAV, Adeno-associated Virus)에  한 쌍 의 단백질을 동시에 탑재하기에는 한계가 있는데, 이를 극복하고자 징크 핑거와 DddA 탈아미노화효소를 결합한 징크 핑거 미토콘드리아 염기 교정 단백질(ZFD)이 개발 되어 유전자 교정 단백질의 크기를 줄일 수 있었다.[참고문헌 32,33]

추가적인 단점으로 DddA 유래 시토신 염기 교정 단백질은 원치 않는 부위의 미토콘드리아 DNA 및 핵 DNA에 작용하여 비표적 편집 효과를 나타내었는데,[참고문헌 34] 이는 정교 한 질환 모델의 제작 뿐만 아니라 미토콘드리아 유전자 치 료에 큰 걸림돌로 작용할 수 있다. 이러한 비표적 효과를 억제하기 위해 다양한 방법들이 고안되었는데, 일례로 DddA 절편 결합 부위에 돌연변이를 유도하여 DddA 절편의 자발적 결합을 저해하여 미토콘드리아 및 핵 DNA 의 비표적 편집을 저해한 기술(HiFi-DdCBE)이 개발되었다.[참고문헌 35] 또한 TALE 결합 아데닌 염기 교정 단백질의 RNA에 작용하는 비표적 편집 효과를 극복하기 위해[참고문헌 36]  TadA8e 변이 단백질을 이용한 개선된 TALE 결합 아데닌 염기 교정 단백질(Engineered TALED)이 개발되기도 하였다.[참고문헌 37] 또한 현재까지의 미토콘드리아 염기 교정 기술은 인접 변 이 효과(Bystander editing)과 같은 표적 서열 내 표적 이탈 효과으로 인해 단일 염기의 정밀한 교정이 어렵다. 상기한 단백질 공학적 접근으로 이러한 인접 변이 효과를 줄이고자 시도하기도 하였으며,[참고문헌 35,37] DNA 단일 가닥 절단 효소(Nickase)와 단일 가닥 DNA 특이적 탈아미노화효소를 이용하여 가닥 특이적인 미토콘드리아 DNA 염기 교정이 가능하도록 mitoBE(Mitochondrial Base  Editor) 가 개발되기도 하였다.[참고문헌 38,39]

 


3.     미토콘드리아 유전자 교정 기술의 응용

 

미토콘드리아 DNA 염기 교정 단백질 기술의 큰 장점 중 하나는 미토콘드리아 DNA에 병원성 점돌연변이를 유도하여 미토콘드리아 질환 모델을 제작할 수 있다는 점이 다[그림 4A]. 일례로 DddA 유래 시토신 염기 교정 단 질을 통해 쥐 배아에 병원성 미토콘드리아 DNA 돌연변 이를 유도한 결과, 새로 태어난 쥐의 미토콘드리아 DNA에 서 돌연변이를 관찰할 수 있었다. 이 중 사람의 m.13513G＞ A 돌연변이를 모사한 생쥐의 경우 다양한 조직에서 손상 된 미토콘드리아가 관찰되었고, 곱추 형태의 외형 변화 및 퇴행성 뇌질환의 표현형을 보이기도 하였다.[참고문헌 31] 이외에도 조건부 녹아웃 시궁쥐에 미토콘드리아 염기 교정 단백질을 적용하여 조직 특이적 염기교정의 효과를 보고한 연구가 있으며,[참고문헌 40] 아데노부속 바이러스를 통해 미토콘드리아 염기 교정 단백질을 전달하여 쥐의 심장 조직에서 미토콘 드리아 DNA 편집 효과를 확인하여 성체 수준에서도 미토콘드리아 유전자 교정이 가능함을 보인 연구가 발표되었다.[참고문헌 41] 이뿐만 아니라 인간 배아세포와 제브라피쉬를 이용한 미토콘드리아 염기교정 연구를 통해 다양한 동물에서의 미토콘드리아 유전자 교정이 가능함을 보였다[그림 4B].[참고문헌 42,43]

 



결 론


본 총설에서는 동물에서의 미토콘드리아 유전 질환 치료를 위해 개발된 다양한 방법과 응용 사례에 대해 살펴 보았다. 미토콘드리아 유전자 교정은 병원성 돌연변이로 인한 질병 치료에 근본적인 유전자 치료 방법을 제공할 수 있으며, 최근에는 DdCBE와 TALED 같은 최첨단 유전자 교정 도구가 개발되어 현존하는 미토콘드리아 병원성 돌연변이를 치료할 수 있는 가능성을 제시하고 있다. 또한 국내외 수 많은 연구진들에 의해 미토콘드리아 유전자 교정 단백질 기술이 빠르게 발전하여 이러한 치료법의 임상 적 적용 가능성이 점차 높아지고 있다.

물론 기술이 충분히 무르익어 당장 질병 치료에 적용 가능한 것은 아니다. 상기한 바와 같이 미토콘드리아 염기 교정 기술의 해결하지 못한 주요 도전 과제 중 하나는 비표적 효과이다. 비표적 효과란 교정하려는 특정 염기서열이 아닌 유사한 다른 염기서열 또는 교정 범위 내 다른 염기에 교정 단백질이 작용하여 원치 않는 돌연변이를 일으키는 현상을 말한다. 이러한 비표적 효과는 유전자 치료에 예측하지 못한 부작용을 일으킬 수 있으므로 이를 제어하는 것이 유전자 치료제 개발에 있어 중요한 과제로 남아 있다. 본문에서 언급된 단백질 공학적 접근법이나 DNA 단일 가닥 절단효소(Nickase) 사용과 같은 다양한 방법이 미토콘드리아 유전자 교정의 비표적 효과를 줄이기 위해 시도되었으며, 상당한 개선이 이루어졌지만 여전히 많은 추가 연구가 필요하다.

핵 안의 DNA를 편집하는 데 사용되는 CRISPR 시스템 은 단일 염기 교정뿐만 아니라 삽입, 제거 등의 다양한 조작이 가능하다. 그러나 현재는 가이드 RNA의 미토콘드 리아 내 전달이 어려워 미토콘드리아 유전자 교정에서 CRISPR시스템을 사용할 수 없다. 지속적인 연구를 통해 CRISPR 시스템이 미토콘드리아 유전체에서도 기능할 수 있게 된다면 이는 미토콘드리아 유전자 치료제 개발에 혁신적인 전환점을 가져올 것이다. 이 외에도 미토콘드리아 유전자를 교정할 수 있는 최첨단의 기술이 계속 개발된다면 향후 미토콘드리아 유전 질환을 가진 많은 환자들에게 보다 건강한 세상을 선사할 수 있을 것으로 기대한다.




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최 영 준 Young Joon Choi


• 성균관대학교 유전공학과, 학사 (2012.3–2018.2)

• 한국과학기술원 의과학대학원, 석사 (2018.3–2023. 2, 지도교수: 이흥규)

• 성균관대학교 메타바이오헬스학과, 박사과정 (2024.3–현재, 지도교수 : 이성현)








김 민 준 Minjun Kim


• 국민대학교 임산생명공학과, 학사 (2016.3 –2022. 2)

• 국민대학교 임산생명공학과, 석사 (2022. 3 – 2024. 2, 지도교수 : 김태종)

• 성균관대학교 의학과, 박사과정 (2024.3 – 현재, 지도교수 : 이성현)





이 성 현 Seonghyun Lee


• 서강대학교 화공생명공학과, 학사 (2010.3–2014. 2)

• 서강대학교 화학과, 박사 (2014.3 – 2020. 2, 지도교수: 조규봉)

• 기초과학연구원 유전체교정연구단, 선임연구원 (2020.3–2022. 2, 단장: 김진수)

• 기초과학연구원 유전체교정연구단, 연구위원 (2022.3 –2022. 8)

• 주식회사 엣진, 수석연구원 (2022.8–2023. 8, CTO : 김진수)

• 성균관대학교 메타바이오헬스학과 / 의과대학 정밀의학교실, 조교수 (2023.8 – 현재)

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